университет», 2014

Лабораторная работа № 1 правила техники безопасности при работе в физико-химической лаборатории. Химическая посуда и ее назначение. Понятие о растворах, их приготовление

Цель работы – ознакомиться с правилами техники безопасности при работе в физико-химической лаборатории, изучить основные виды химической посуды и ее назначение. Приготовить растворы различных концентраций.

Материалы и оборудование – пробирки; лабораторные стаканы; колбы плоскодонные, конические, мерные; воронки; пипетки градуированные, Мора; капельницы, мензурки; бюксы; мерные цилиндры; фарфоровые тигли; ступка и пестик; штатив; держатель для пробирок; химические реактивы; аналитические весы.

Краткая теория Техника безопасности и организация труда на рабочем месте

Содержите свое рабочее место в чистоте: грязь нередко бывает причиной искажения результатов. Приборы и посуду мойте сразу после окончания опыта, не откладывая до окончания всей работы. Если пролита вода или реактивы, быстро вытрите ее, но будьте осторожны, чтобы не повредить руки и одежду. Разбитое стекло, куски бумаги, испорченные сухие реактивы и так далее не оставляйте на столах, а выбрасывайте в специальную мусорницу, ни в коем случае не в водопроводную раковину.

Не загрязняйте реактивы. Их нужно держать в плотно закрывающейся посуде, открывать банки с реактивами только во время пользования ими и, закрывая их, не путать пробок. Каждая склянка с реактивом должна быть подписана, иметь собственную пипетку или шпатель, при взятии реактивов ‒ нельзя пользоваться пипетками и шпателями от других склянок. Не ссыпайте и не сливайте обратно в реактивные склянки, взятые в избытке или просыпанные реактивы. Такая экономия может испортить весь реактив в реактивной склянке.

Не будьте расточительными и берите реактивы в количествах, указанных в руководстве. Отработанные дорогие или редкие реактивы по указанию преподавателя или лаборанта сливайте в специально поставленные для них склянки.

Горячие и особенно раскаленные предметы ставьте только на асбестовый картон или на асбестированную сетку. Поставленные на стол, они портят его поверхность и портятся сами ‒ краска прилипает к ним; стеклянные приборы, поставленные на холодные металлические или каменные подставки, могут лопнуть от резкого изменения температуры.

Не загромождайте стол ненужными в данный момент предметами, приборами, книгами. Все предметы на столе должны быть расставлены в определенном порядке. Личные вещи во время работы должны быть убраны с рабочего стола. Проходы в лаборатории не загромождайте стульями и другими предметами.

Реактивы и приборы общего пользования не уносите на свои столы ‒ они должны находиться всегда на отведенном для них месте. Аккуратно вносите в пробирки концентрированные кислоты и щелочи, остерегайтесь пролить их на руки, на одежду, на стол. Если кислота или щелочь попали на кожу или на одежду, быстро большим количеством воды смойте их и обратитесь за дальнейшей помощью к преподавателю или лаборанту. О пролитых в большом количестве концентрированных кислотах и щелочах также сообщите преподавателю или лаборанту.

С ядовитыми и сильно пахнущими веществами работайте в вытяжном шкафу, проверив, хорошо ли работает тяга.

Перед выполнением работы следует ознакомиться с методикой проведения эксперимента, изучить принцип действия прибора, установки, понять назначение метода и цель работы. Продумайте хорошо технику эксперимента, чтобы не могла произойти авария; не нагревайте в закрытых сосудах газообразные вещества, при нагревании жидкостей в пробирках держите их отверстием в сторону от себя и от товарищей, горячие предметы берите специальными щипцами.

Остатки ядовитых реактивов сливайте в специальные сосуды по указанию лаборанта, а не в раковину

После работы в лаборатории обязательно вымойте руки.

По окончании работы вымойте и сдайте лаборанту приборы и посуду, приведите в порядок рабочее место, дайте преподавателю на подпись свой журнал или рабочую тетрадь.

Все наблюдения записывайте в лабораторный журнал непосредственно после каждого опыта. Не делайте записи в черновиках и на отдельных листочках.

Лабораторная работа оформляется в виде отчета в лабораторном журнале или рабочей тетради.

Никакое отступление от требований безопасности не может быть оправдано ни особыми обстоятельствами, ни «разумными доводами». Недопустимо нарушать эти требования даже при полной уверенности, что в данном случае нарушение не приведет к аварии: если неправильный навык закрепится, в дальнейшем он может быть автоматически применен в других, более опасных условиях. Разумеется, далеко не каждое нарушение инструкций влечет за собой несчастный случай. Однако пренебрежение по мелочам быстро входит в привычку и создает предпосылки для более серьезных нарушений.

Оказание первой медицинской помощи в физико-химической лаборатории

При работе в физико-химической лаборатории наиболее вероятными случаями являются порезы стеклом, ожоги термические и химические, ингаляционные поражения парами токсических веществ, а также поражения электрическим током. Доврачебная помощь должна быть оказана пострадавшему самостоятельно или товарищами по работе.

При порезах рук стеклом в первую очередь необходимо пинцетом, промытым спиртом, удалить из раны видимые осколки стекла, затем промыть рану 2%-м раствором перманганата калия и, смазав рану 5%-м раствором йода, забинтовать.

При термических ожогах рекомендуется вначале делать примочки из 2%-го раствора перманганата калия или 96%-го этилового спирта, а затем смазать обожженный участок мазью от ожогов и наложить повязку. Причинами термических ожогов могут быть прикосновение к сильно нагретым предметам, воспламенение горючих жидкостей и сильный электрический разряд.

При химических ожогах кожи необходимо, прежде всего, удалить вызвавшее ожог вещество соответствующим растворителем. При ожогах кислотами и фенолом обожженное место обильно промывают проточной водой, а затем 2%-м раствором NaHCO₃. При ожогах щелочами после обильной промывки прочной водой промывают обожженное место 2%-м раствором уксусной или борной кислоты. При попадании на кожу агрессивных органических веществ пораженный участок следует быстро промыть 96%-м этиловым спиртом, а затем смазать мазью от ожогов.

При химических ожогах глаз необходимо до обращения в медпункт промыть пострадавшему глаза вначале большим объемом воды, затем 2%-м раствором NaHCO₃ (при попадании кислоты) или 2%-м раствором борной кислоты (при попадании щелочи).

При ингаляционных поражениях пострадавшего необходимо немедленно вывести (вынести) на свежий воздух, освободить от стягивающей одежды, создать ему абсолютный покой, положить на спину, тепло укутать и вызвать врача.

При поражении электрическим током, если пострадавший остается в соприкосновении с токоведущими частями, необходимо немедленно выключить свет при помощи пускателя, или перерубить токопроводящий привод изолированным инструментом.

К пострадавшему, пока он находится под током, нельзя прикасаться незащищенными руками (без резиновых перчаток)!

Если пострадавший потерял сознание, после отключения тока нужно немедленно, не дожидаясь прибытия врача, применить ему искусственное дыхание.

Утилизация отходов в физико-химической лаборатории

При выполнении лабораторных работ и использовании реактивов в результате образуются отходы (органические растворители, щелочи, кислоты).

Утилизация отходов кислот и щелочей. Отходы, содержащие кислоты и щелочи, сначала разбавляют водой, при необходимости нейтрализуют и сливают в канализацию.

Сливать неразбавленные кислоты и щелочи в канализацию категорически запрещается!

Утилизация хромовой смеси. Свежая хромовая смесь имеет темно-оранжевый цвет. После долгой работы она теряет свои окислительные свойства и приобретает темно-зеленую окраску, что указывает на необходимость ее замены. Использованную хромовую смесь ни в коем случае не следует выливать в раковину. Ее необходимо осторожно перелить в банку для кислых сливов и отнести в специально отведенное для сливов место.

Утилизация органических реактивов. Отходы, содержащие органические реактивы, сливают в специально отведенную емкость для слива органических веществ (под тягой).

Химическая посуда лаборатории и ее назначение

Посуда химическая лабораторная ‒ это изделия из стекла, кварца, фарфора, платины и других материалов, применяемые для препаративных и химико-аналитических работ (рисунок 1, 2).

Рисунок 1 – Химическая лабораторная посуда

Рисунок 2 – Химические лабораторные приборы

Мерная химическая лабораторная посуда

Мерная посуда химическая лабораторная имеет точную градуировку, её нельзя нагревать. Мерная посуда, как и вся посуда химическая лабораторная, различается по ёмкости, диаметру и формам. К ней относятся: пипетки ‒ для отбора жидкостей (0,1‒100 мл); бюретки (1‒100 мл) ‒ для титрования, измерения точных объёмов; мерные колбы (10‒2000 мл) ‒ для отмеривания и хранения определённых объёмов жидкостей: мерные мензурки и цилиндры (градуированы менее точно).

Пипеткой называют дозирующий сосуд в виде трубки. Каждая пипетка имеет на конце носик с отверстием, который предназначен для снижения скорости вытекания жидкости. Основным назначением пипеток является измерение точного объема жидкости. Различают пипетки:

• неградуированные, на заданный объем (от 1 мл и далее); такие пипетки в верхней своей части имеют одну метку, таким образом, снижается погрешность измерения объема.

• градуированные, как правило, цилиндрические; погрешность измерений таких пипеток составляет 0,1‒0,2 мл.

До середины ХХ века жидкость в пипетку набирали путем всасывания ее ртом, что являлось крайне небезопасным способом и приводило к многочисленным травмам. Наиболее же безопасным способом набора жидкости является использования для этих целей резиновой груши, которую присоединяют к верхней части пипетки. При этом необходимо набрать в пипетку такое количество жидкости, чтобы она поднялась на 2‒3 сантиметра выше необходимой метки. Затем верх пипетки необходимо зажать указательным пальцем правой руки, предварительно быстро убрав грушу от верхнего отверстия, не дав жидкости слиться. Избыток жидкости убирается путем частичного ослабления нажима пальца на верхнее отверстие. При совмещении мениска с чертой деления на конце пипетки, как правило, остается капля, которую необходимо аккуратно удалить с помощью фильтровальной бумаги.

После работы каждую пипетку необходимо промыть чистой водой, спуская ее через носик пипетки.

Ассортимент пипеток представлен двумя видами: на полный слив и на частичный слив объемом от 1 мл до 10 мл.

Мензурка представляет собой стеклянный сосуд (сосуд – вместилище для жидких и для сыпучих веществ) конической формы. В верхней своей части мензурки имеют носик, предназначенный для удобства переливания жидкостей, находящихся в мензурках. На боковой стороне мензурки имеется градуированная шкала, показывающая объем вмещаемой в данную мензурку жидкости. Мензурки имеют два класса точности, чему соответствует частота делений шкалы.

Мензурки относятся к классу химической лабораторной посуды как посуда, предназначенная для отмеривания и хранения определенных заданных объемов жидкостей. Соответственно, основное назначение мензурок как химической лабораторной посуды – это измерение объемов жидкости и использование их (мензурок) для отстаивания мутных жидкостей. Осадок при отстаивании жидкости в мензурке собирается в нижней ее части, а отделенную от примесей жидкость сливают из мензурки в другую емкость.

Немерная химическая лабораторная посуда

К немерной, или общего назначения, посуде химической лабораторной относятся: изделия, употребляемые с нагревом, ‒ пробирки (5‒25 мл), стаканы (5‒1000 мл), колбы (10‒1000 мл, плоскодонные, круглодонные, конические).

Пробирки являются самым популярным видом лабораторной посуды. Пробирки представляют собой сосуды цилиндрической формы. Посуда изготавливается из специального лабораторного, кварцевого стекла, иногда из пластика. Предназначена как для проведения качественных химических реакций, так и для специализированных исследований.

Стакан представляет собой сосуд, выполненный из стекла, как правило, цилиндрической формы. Все стаканы лишены ручки. Форма химических стаканов стандартная: либо цилиндрическая, либо усеченный конус. Неотъемлемой частью любого химического стакана является наличие в верхней его части носика, предназначенного для удобства сливания жидкостей. Химические стаканы, как правило, изготавливаются из термостойкого тугоплавкого стекла. Дно стаканов имеет плоскую форму. На некоторых стаканах присутствует шкала объемов, однако, следует помнить, что такая шкала лишь ориентировочная, то есть приблизительная. А сосуды, предназначенные для точного измерения объемов жидкостей, то есть имеющие градуированную шкалу, называют мензурками.

Назначение химических стаканов обусловлено их строением. Таким образом, стаканы в лабораториях используют для приготовления так называемых «сложных» растворов, где растворяют при перемешивании сразу несколько твердых веществ.

Колба представляет собой сосуд, выполненный из стекла и имеющий тонкое длинное горлышко. Горлышко это может закрываться как простой резиновой пробкой, так и иметь специальную притертую пробку – шлиф. Дно колб, как правило, имеет плоскую или круглую форму. Колбы относятся к общему типу технических сосудов, применяемых для проведения опытов и исследований в химических лабораториях. Колба является емкостью, непосредственно в которой происходят химические реакции. Зачастую в целях ускорения химических реакций проводят подогревание колб. Для этого используются специальные колбонагреватели.

Немерная посуда, употребляемая без нагрева ‒ пробирки (из толстостенного стекла) для центрифугирования, воронки для переливания и фильтрования жидкостей и делительные воронки (от 25 мл и выше, цилиндрические, грушевидные и шарообразные), кристаллизаторы (плоскодонные сосуды), холодильники для охлаждения и конденсации паров и собирания конденсата (специальные и универсальные), водоструйные насосы (ускоряют фильтрование, создают при перегонке вакуум над кипящей жидкостью), склянки (служат в качестве резервуара, из которого жидкость поступает в др. сосуд, например в бюретки при титровании), бюксы с пришлифованными крышками (для хранения веществ), капельницы различного устройства (для дозировки жидкости).

Холодильники лабораторные – один из наиболее известных видов оборудования для проведения исследований. Основным назначением приборов является проведение реакции при температуре кипения различных жидкостей. Посредством холодильников лабораторных пары охлаждаются и сгущаются, после чего оседают и переходят в начальное состояние.

Воронка является одним из наиболее распространенных типов лабораторной химической посуды. В классическом понимании воронка служит приспособлением, используемым при переливании жидкостей, и представляет собой конусообразную полую емкость, зауженную книзу. Однако в лабораторной технике и промышленности используются воронки более сложного строения, в достаточной мере отличающиеся от воронки в ее стандартном представлении.

Наибольшее распространение в лабораторных целях получило использование стеклянных воронок. Стеклянные воронки классифицируют по принципу назначения на лабораторные, делительные, фильтрующие, капельные. Основное назначение лабораторных воронок – это непосредственно переливание жидкостей между емкостями, перенос сыпучих веществ в сосуды, а также возможно проведение фильтрования при условии вложения в воронку специально приспособленного для этих целей фильтра. Также существуют воронки делительные, представленные в виде цилиндрических и грушевидных делительных воронок. Делительная воронка является одной из разновидностей лабораторных воронок и используется при разделении двух несмешивающихся жидкостей по их плотности. Как и лабораторная, делительная воронка представляет собой сосуд, в нижней части которого, как правило, располагается трубка с краном для спуска по мере разделения более тяжелые фракции жидкости. Особенность работы с данным типом воронки в том, что перед началом каждого опыта следует проверить кран на герметичность. Для этого в воронку наливают воду или эфир. Если в результате проверки выяснится, что кран протекает, то возникает необходимость проведения процедуры притирки, то есть отшлифовки двух соприкасающихся поверхностей для достижения определенного уровня герметичности.

Специальная химическая лабораторная посуда

К посуде химической лабораторной специального назначения относятся: колбы для дистилляции, аллонжи ‒ изогнутые трубки (для соединения холодильника с приёмником), колбы грушевидной формы, применяющиеся для определения азота («колбы Кьельдаля»), эксикаторы для медленного высушивания и сохранения веществ, легко поглощающих влагу из воздуха (в том числе вакуум-эксикаторы), Киппа аппарат для получения лабораторных количеств газов (CO₂, H₂S и др.), трубки различной формы (например, хлоркальциевые U-образные) для сушки и очистки газов от механических загрязнений, тигли.

Тигель представляет собой емкость, зауженную книзу и расширенную в верхней ее части, то есть имеет коническую или цилиндрическую форму. Что касается применения тиглей, то оно вытекает из высокой температурной устойчивости образующих тигель материалов, а именно:

• растворение самых разнообразных веществ, так как тигли устойчивы к воздействию и щелочных и кислотных сред;

• сжигание и плавление веществ, что обусловлено огнестойкостью образующих тигель материалов;

• взвешивание различных веществ.

Наиболее распространённый материал для посуды химической лабораторной ‒ стекло; во многих случаях применяются и др. материалы. Платиновая посуда химическая лабораторная используется главным образом при работе с фтористоводородной (плавиковой) кислотой. Фарфоровая посуда химическая лабораторная по сравнению со стеклянной более прочна и термостойка, но непрозрачна и тяжела. Помимо стаканов, чашек (для выпаривания) и тиглей, из фарфора изготовляют ступки, воронки Бюхнера, ложки-шпатели для отбора вещества, лодочки для прокаливания в печи. Для нагревания при 1200‒3000 °С применяют тигли из высокоогнеупорных материалов (алунд, глинозём, корунд и др.). Нередко посуда химическая лабораторная изготовляется из полимерных материалов (полиэтилен, фторопласт и др.), обладающих химической устойчивостью в сочетании с ценными физико-механическими свойствами. Обычно такая посуда пригодна для работы с агрессивными веществами, например плавиковой кислотой.

Понятие о растворах и их концентрации

Растворы ‒ это однородные смеси, состоящие из растворенного вещества, растворителя и продуктов их взаимодействия.

По агрегатному состоянию растворы могут быть газообразные, твердые и жидкие.

Величина растворимости вещества ‒ это максимальное количество вещества, способное раствориться в 100 мл воды или другого растворителя при нормальных условиях, то есть при температуре 20 °С и давлении 760 мм рт. ст. Величина растворимости определяется химической природой вещества.

Концентрация вещества ‒ это количество вещества в определенном количестве раствора. Концентрации вещества в растворе подразделяют:

1. По величине концентрации вещества растворы могут быть:

• слабый раствор ‒ концентрация растворенного вещества, в котором низкая, далека от величины растворимости вещества;

• концентрированный раствор ‒ это раствор, концентрация растворенного вещества в котором высокая и приближается к величине растворимости вещества;

• насыщенный раствор ‒ это раствор, концентрация растворенного вещества в котором достигает величины растворимости вещества;

• пересыщенный раствор ‒ это раствор, концентрация вещества в котором превышает величину его растворимости, при этом часть вещества выпадает из раствора в осадок.

2. В зависимости от способа выражения концентрации вещества, растворы подразделяют на:

• процентные растворы, или иногда их еще называют приблизительные растворы, допускают возможность отклонения в навеске вещества в пределах ± 1 %.

По способу приготовления процентные растворы делят на три группы:

• Весовые процентные растворы. Это растворы, содержащие определенное количество вещества в граммах в 100 граммах раствора. Являются наиболее точными из процентных растворов.

• Весо-объемные процентные растворы. Это растворы, содержащие определенное количество вещества в граммах в 100 мл раствора.

• Объемные процентные растворы. Это растворы, содержащие определенное количество миллилитров растворенного вещества в 100 мл раствора. Являются наименее точными из процентных растворов.

Титрованные, или иначе точные растворы, напротив, требуют навески вещества, взятой с точностью до 0,1 мг на аналитических весах.

Особенностью титрованных растворов является то, что для их приготовления нет необходимости рассчитывать объем растворителя. Концентрация титрованных растворов всегда задается из расчета на приготовление 1 литра раствора. Готовятся титрованные растворы обязательно в мерных колбах. Навеску вещества берут на аналитических весах, переносят в мерную колбу на 1 литр и после растворения в небольшом количестве растворителя объем доводят растворителем до верхней метки колбы.

К титрованным растворам относятся:

1. Молярные растворы, содержащие определенное количество грамм-молей вещества в 1 литре раствора. Грамм-моль (г/м) вещества ‒ это количество вещества в граммах, численно равное его молекулярной массе. Например, молекулярная масса (Мм) NаОН равна 40 у.е., соответственно 1 грамм-моль NаОН равен 40 г, и раствор, содержащий такое количество NаОН, будет одномолярным.

3. Нормальные растворы, содержащие определенное количество грамм-эквивалента вещества в 1 литре раствора. Грамм-эквивалент (Г-э) вещества ‒ это количество вещества в граммах, численно равное его эквиваленту. Под эквивалентом вещества понимают часть его молекулы, способную принять участие в реакциях. Для наиболее часто употребляемых в работе классов химических соединений, таких как основания, кислоты, соли эквивалент рассчитывается следующим образом:

• Эквивалент основания равен молекулярной массе основания, деленной на число гидроксильных групп, содержащихся в молекуле основания.

• Эквивалент кислоты равен молекулярной массе кислоты, деленной на число атомов водорода в ее молекуле (для неорганических кислот) или для органических кислот ‒ на число атомов водорода в карбоксильной группе кислоты.

• Эквивалент соли равен молекулярной массе соли, деленной на произведение числа атомов металла на его валентность.

Выполнение работы

1. Рассчитать и приготовить весовой 1 % раствор NaCI.

4. Рассчитать и приготовить весо-объемный 1 % раствор медного купороса.

5. Рассчитать и приготовить 0,4 % раствор NaCI из 1 %.

6. Рассчитать и приготовить 0,1 М раствор NaCI.

7. Рассчитать и приготовить 0,1 н раствор CuSO₄ × 5H₂O.

Контрольные вопросы

1. Какие правила техники безопасности необходимо соблюдать при работе в физико-химической лаборатории?

2. Правила работы с реактивами.

3. Правила работы с кислотами и щелочами.

4. Правила оказания первой медицинской помощи при порезах и ожогах.

5. Виды посуды, используемой в лаборатории.

6. Мерная посуда, ее виды и назначение.

7. Немерная посуда, ее виды и назначение.

8. Посуда специального назначения

9. Фарфоровая и пластмассовая посуда, ее назначение.

10. Дать понятие «растворам».

11. Дать понятие «величине растворимости вещества».

12. Виды растворов в зависимости от величины концентрации вещества.

13. Виды растворов в зависимости от выражения концентрации вещества.

14. Виды процентных растворов.

15. Виды титрованных растворов.

Лабораторная работа № 2 разделение молекул днк методом электрофореза в агарозном геле

Цель работы: ознакомиться с методом электрофореза в агарозном геле, его техническим оснащением и процессом проведения. Изучить методику разделение молекул ДНК в агарозном геле методом электрофореза.

Материалы и оборудование: установка для электрофореза в агарозном геле; автоматические дозаторы; гель, водяная баня; проба с ДНК.

Краткая теория

Электрофорез на протяжении последних десятилетий традиционно занимает важное место при исследовании белков и нуклеиновых кислот (НК). Метод позволяет разделять макромолекулы по размерам, пространственной конфигурации, вторичной структуре и заряду, что в сочетании с простотой и удобством в использовании делает его незаменимым не только для качественного, но и для количественного анализа макромолекул. Впервые, данный подход был применён шведским химиком Арне Тизелиусом в 1930-х годах для разделения белков сыворотки крови, а уже в 1948 году, эта работа была отмечена нобелевской премией. С тех пор электрофорез успешно применяется для разделения почти всех известных органических и неорганических соединений. Наибольшие успехи метода электрофореза связаны с его способностью разделять заряженные биологические макромолекулы, что нашло широкое применение не только в биологических и биохимических исследованиях, но и в биотехнологии. На протяжении многих лет электрофорез является основным методом разделения белков и нуклеиновых кислот, оставаясь одним из самых чувствительных методов.

В основе метода электрофореза лежат следующие основные принципы. В составе всех нуклеиновых кислот и белковых молекул присутствуют химические группы, обладающие в водном растворе электрическим зарядом. Под действием внешнего электрического поля заряженные молекулы могут перемещаться к катоду или аноду, в зависимости от их суммарного заряда. Такое явление и носит название электрофореза. Скорость движения молекулы в поле единичной напряжённости называется электрофоретической подвижностью и является важной характеристикой вещества. Именно различия в электрофоретической подвижности различных биологических молекул очень часто используется для разделения их смесей в аналитических или препаративных целях.

Электрофорез в агарозном геле

Электрофорез в гелях ‒ это метод, который служит для разделения через пространство геля под воздействием электрического тока макромолекул на основе их размера, электрического заряда и других физических свойств. Движущей силой электрофореза является напряжение, прикладываемое к электродам на каждом конце геля. Свойства молекул определяют, насколько быстро электрическое поле может перемещать их через желеобразную среду.

Электрофорез в агарозном геле является стандартным методом, используемым для разделения, идентификации и очистки фрагментов ДНК. Эта методика проста, быстро осуществляется, и способна разделять фрагменты ДНК, которые не могут быть разделены надлежащим образом с помощью других процедур. Более того, локализация ДНК в геле может быть определена путем окрашивания в низких концентрациях.

Физические принципы электрофореза в агарозном геле

Гель-электрофорез ‒ это метод, используемый для разделения нуклеиновых кислот и белков. Разделение макромолекул зависит от двух переменных: заряда и массы. Когда биологический образец, такой как ДНК, смешивается в буферном растворе и наносится на гель, две эти переменные действуют одновременно. Электрический заряд от одного электрода отталкивает молекулы, в то время как другой электрод одновременно притягивает молекулы. Силы трения материала, образующего гель, действуют как «молекулярное сито», разделяя молекулы по размеру. В процессе электрофореза макромолекулы вынуждены перемещаться через поры, и скорость их перемещения через электрическое поле зависит от следующих параметров:

• сила электрического поля,

• размер и форма молекул,

• относительная гидрофобность образцов,

• ионная сила и температура буфера, в котором движутся молекулы.

Компоненты электрофореза в агарозном геле

Установка для электрофореза в агарозном геле. На рисунке 7 представлены основные элементы для проведения горизонтального электрофореза в агарозном геле. Схематично, установку можно представить как емкость для электродного буфера, по краям которой расположены два электрода. В пространство между электродами заливается проводящий буфер, в котором проводится электрофорез, и помещают гель. При этом гель может быть залит непосредственно в камере, а может быть залит отдельно на специальном лотке, который помещается в камеру.

Агароза. Природный коллоид, который выделяют из морских водорослей, является линейным полисахаридом, образованным повторяющимся элементом ‒ агаробиозой, которая в свою очередь состоит из чередующихся элементов: галактозы и 3,6-ангидрогалактозы. Агароза очень хрупка, и легко разрушается при манипулировании. Агарозные гели имеют «поры» большого размера и используются преимущественно для разделения больших молекул.

Агарозные гели получают суспендированием сухого порошка агарозы в водном буфере, и кипячением смеси до того момента, когда агароза расплавится и образует прозрачный раствор. Затем раствор наливают на подложку и дают остыть до комнатной температуры, чтобы сформировался прочный гель. При застывании агароза формирует матрикс, плотность которого определяется концентрацией.

Буфер для электрофореза. На электрофоретическую подвижность ДНК воздействуют состав и ионная сила буфера для электрофореза. В отсутствии ионов, электропроводность минимальна, и перемещение ДНК происходит медленно. В буфере с высокой ионной силой электропроводность очень эффективна, и образуется значительное количество тепла. В худшем случае, гель расплавляется и ДНК денатурирует. Существует несколько буферов для электрофореза нативной двухцепочечной ДНК. Они содержат ЕОТА (рН 8,0) и Тгis-ацетат (ТАЕ), Тгis-борат (ТВЕ), или Тгis-фосфат (ТРЕ).

Маркерная ДНК. При заданном напряжении, концентрации агарозного геля и буфера, расстояние перемещения зависит от молекулярного веса исходного материала. Поэтому, маркерная ДНК известного размера должна наноситься на дорожки и с левого, и с правого края геля. Маркер обычно содержит определенный набор известных сегментов ДНК, которые облегчают определение размера исследуемой ДНК, если какое-либо систематическое искривление геля возникнет во время электрофореза.

Буфер для нанесения. Образцы ДНК, которые будут наноситься на агарозный гель, сначала смешивают с буфером для нанесения, обычно содержащим воду, сахарозу и краситель (например ксиленцианол, бромфеноловый синий, бромкрезол зеленый и другие).

Окраска и фиксация

Для анализа результатов электрофореза, после его завершения, требуется, прежде всего, визуализовать картину распределения полос в геле. С этой целью могут применяться два основных подхода. Первый способ состоит в окрашивании ДНК специфическими красителями. Для этой цели существует большое разнообразие красителей, способных специфически окрашивать двунитевые или однонитевые участки ДНК, ДНК в составе различных комплексов или в определённой конформации. К достоинствам такого подхода можно отнести высокую чувствительность, избирательность окрашивания и дешевизну метода. Среди недостатков можно упомянуть относительную трудоёмкость процедуры, невозможность следить за ходом электрофореза в реальном времени, токсичность некоторых из широко применяемых красителей, воздействие красителей на структуру ДНК, и необходимую иногда предварительную фиксацию ДНК в геле.

Другой путь основан на способности самой ДНК поглощать свет в УФ диапазоне. Поэтому можно просканировать гель в УФ-свете и определить местоположение ДНК в геле. В настоящее время промышленностью выпускаются специальные комплексы, позволяющие следить за миграцией ДНК в геле в автоматическом режиме непосредственно в ходе электрофореза и получать оцифрованное изображение в любой момент времени. При использовании этого подхода предварительная фиксация ДНК в геле не требуется. К недостаткам подхода можно отнести малую избирательность метода и относительную дороговизну оборудования.

Наиболее распространенным красителем ДНК в экспериментах по электрофорезу является бромистый этидий. Этот краситель относится к соединениям, способным интеркалировать между парами оснований ДНК. Вещество является сильным канцерогеном и мутагеном, способным проникать через кожу. По этой причине работа с ним требует особой осторожности и соблюдения повышенных мер безопасности. При работе с бромистым этидием всегда необходимо использовать перчатки и маску. Отходы, содержащие бромистый этидий, требуют специальной утилизации.

Выполнение работы

1. Для приготовления 1%-го геля ‒ смешайте 100 мл воды и 1 г агарозы и доведите раствор до кипения. Размешайте до ресуспендирования осевшей агарозы. В пластиковую кювету для геля установите гребенку под будущие лунки. Влейте агарозу в кювету. Агароза должна заполнить куветю полностью. Когда гель затвердеет, осторожно удалите гребенку.

2. Готовим камеру ‒ кладем пластиковую кювету с гелем в камеру, заливаем буфером так, чтобы гель скрылся под ним.

3. Вносим 5–10 мкл образца в лунки и закрываем верхней крышкой.

4. К черному штекеру присоединяем отрицательный полюс, а к красному положительный.

5. Включаем форез ‒ 120 В 20–30 мин. Возле электродов должны быть небольшие пузырьки, как индикатор, что форез пошел. ДНК двигается от минуса к плюсу, поэтому лунки с ДНК должны быть возле черного штекера (минуса).

6. Через 20–30 мин, выключаем прибор, открываем крышку и вытаскиваем кувету с гелем шипцапи или используем перчатки. В случае наличия в образце красителя, разделение можно будет увидеть невооруженным глазом, а при его отсутствии просматривают гель в УФ-свете на трансиллюминаторе и фотографируют.

ОТЧЕТ

Сделать вывод о проделанной работе. Зарисовать электрофореграмму.

Контрольные вопросы

1. Дайте понятие электрофорезу.

8. Дайте понятие электрофорезу в агарозном геле.

9. Физические принципы электрофореза в агарозном геле.

10. Перечислите параметры, от которых зависит движение заряженных частиц в агарозном геле.

11. Перечислите компоненты, необходимые для электрофореза в агарозном геле.

12. Основные элементы установки для электрофореза в агарозном геле.

13. Объясните методы анализа результатов электрофореза, их достоинства и недостатки.

14. К какому полюсу происходит движение молекул ДНК при электрофорезе в агарозном геле и почему?

Лабораторная работа № 3 определение концентрации ионов водорода в питательных средах методом рн-метрии

Цель работы: ознакомиться с методом рН-метрии, его техническим оснащением и процессом проведения. Приготовить питательные среды для различных микроорганизмов и определить в них концентрацию ионов водорода.

Материалы и оборудование: лабораторная посуда; фильтровальная бумага; аналитические весы; рН-метр; дистиллированная вода.

Краткая теория

рН-метрия – это метод измерения в растворах концентрации ионов водорода.

Для определения величины pH существуют два основных метода: колориметрический и потенциометрический.

Колориметрический метод основан на изменении окраски индикатора, добавленного к исследуемому раствору. На сегодняшний день, существует индикаторная (универсальная) бумага, на которую нанесены индикаторные растворы. Этот метод недостаточно точен, требует введения солевых и температурных поправок, дает значительную погрешность при очень малой минерализации и при определении pH окрашенных и мутных растворов. Метод нельзя применять для растворов, содержащих сильные окислители или восстановители. Используется обычно в экспедиционных условиях и для ориентировочных определений.

Потенциометрический метод намного точнее, лишен в значительной мере всех перечисленных недостатков, но требует оборудования лабораторий специальными приборами  pH-метрами (рисунок 8). Потенциометрический метод основан на измерении ЭДС электродной системы, состоящей из индикаторного электрода и электрода сравнения. Электрод сравнения иногда называют вспомогательным электродом.

Наибольшее практическое применение нашел стеклянный индикаторный электрод, который можно использовать в широком диапазоне pH и в присутствии окислителей.

Кроме стеклянного электрода, для определения величины pH применяются также водородный, хингидронный, сурьмяный и другие электроды. Однако широкого распространения они не получили.

Рисунок 3 – Схема рН-метра

Стеклянный электрод изготовляется из специальных сортов стекла, обладающих некоторой электропроводностью, достаточной, чтобы тонкую пленку из такого стекла можно было бы включить в качестве составляющей электрической цепи. Для измерения pH используется стекло, электропроводность которого обусловлена перемещением в стекле ионов H⁺.

Собственно стеклянный электрод представляет собой стеклянную трубку с выдутым на ее конце шариком с очень тонкой стенкой, в которую залита суспензия AgCl в растворе HCl и погружена серебряная проволока. Таким образом, внутри трубки с шариком находится хлорсеребряный электрод. Для измерения pH стеклянный электрод погружают в испытуемый раствор (тем самым не внося в него никаких посторонних веществ). В этот же раствор напрямую или через электролитический ключ погружают электрод сравнения.

Таким образом, образуется гальванический элемент, состоящий из хлорсеребрянного электрода и электрода сравнения, но внутренняя электролитическая цепь этого элемента включает электропроводную стеклянную пленку, а также исследуемый раствор. В полученной системе перенос электронов от хлорсеребрянного электрода к электроду сравнения, происходящий под действием непосредственно измеряемой разности потенциалов, неизбежно сопровождается переносом эквивалентного количества протонов из внутренней части стеклянного электрода в испытуемый раствор. Если считать концентрацию ионов H⁺ внутри стеклянного электрода постоянной, то измеряемая ЭДС является функцией только активности ионов водорода, т. е. pH исследуемого раствора.

Электрод сравнения

Основная задача электрода сравнения  создание стабильного опорного потенциала. Конструктивно электрод сравнения представляет собой ионоселективный электрод (например, на ионы Cl^) погруженный в электролит постоянного состава, контакт с анализируемым раствором осуществляется через специальный барьер (волокно, пористая керамика, шлиф), препятствующий смешиванию этих двух жидкостей. Для заполнения электродов сравнения должны применяться строго определенные электролиты. Например, для описанной выше конструкции одноключевого электрода сравнения электролит должен содержать, во-первых, ионы необходимые для работы потенциалопределяющего полуэлемента (для хлорсеребряных электродов это ионы Cl^), а во-вторых, он должен быть «равнопереносящим». Это означает, что ионы, входящие в состав электролита, должны иметь равные (близкие) подвижности. Если это требование не выполняется, то в месте контакта двух жидкостей различного состава возникает скачок потенциала, называемый диффузионным потенциалом, который приводит к ошибке измерений. Чаще всего для заполнения электродов сравнения используют растворы KCl различной концентрации. Однако в некоторых случаях попадание KCl в анализируемый раствор мешает проведению измерений, например. В этом случае должны применяться двухключевые электроды сравнения. В этих электродах между рабочим объемом электрода сравнения, заполненным KCl, и анализируемой средой размещается дополнительная емкость для электролита, снабженная вторым электролитическим ключом. В эту емкость может заливаться любой равнопереносящий электролит.

Электродная пара или комбинированный электрод

Для большинства случаев лабораторного анализа наиболее удобным является комбинированный электрод. Он более компактен, проще в обслуживании по сравнению с электродной парой. Применение одного датчика вместо двух снижает вероятность внесения загрязнений в пробу. Удобство комбинированных электродов, в первую очередь для лабораторного анализа, давно оценили во всем мире. В настоящий момент западные фирмы производители потенциометрического оборудования выпускают десятки наименований комбинированных электродов, и только единичные модификации раздельных электродов. Это объясняется тем, что только в очень редких случаях электродную пару нельзя заменить комбинированным электродом.

Понятие о питательных средах

Питательная среда  вещество или смесь веществ, применяемая для культивирования макро- и микроорганизмов.

Классификация питательных сред

1. По исходным компонентам:

• натуральные среды  готовят из продуктов животного и растительного происхождения (мясо, костная и рыбная мука, кормовые дрожжи, сгустки крови);

• естественные среды  из отваров растительного и животного происхождения;

• синтетические среды  готовят из определённых химически чистых органических и неорганических соединений.

2. По консистенции (степени плотности):

• жидкие,

• полужидкие,

• плотные.

Плотные и полужидкие среды готовят из жидких, к которым прибавляют уплотняющие вещества (агар-агар или желатин).

3. По составу:

• простые: мясопептонный бульон (МПБ), мясопептонный агар (МПА), питательный желатин;

• сложные  готовят, прибавляя к простым средам кровь, сыворотку, углеводы и другие вещества.

4. По назначению:

• основные  служат для культивирования большинства патогенных микробов: МПБ, МПА, бульон и агар Хоттингера, пептонная вода;

• специальные  служат для выделения и выращивания микроорганизмов, не растущих на простых средах;

• элективные (избирательные)  служат для выделения определённого вида микробов, росту которых они благоприятствуют, задерживая или подавляя рост сопутствующих микроорганизмов. Среды становятся элективными при добавлении к ним определённых антибиотиков, солей, изменения pH;

• дифференциально-диагностические  позволяют отличить один вид микробов от другого по ферментативной активности;

• консервирующие  предназначены для первичного посева и транспортировки исследуемого материала.

Требования, предъявляемые к средам

Питательные среды должны:

• быть питательными, то есть содержать в легко усвояемом виде все вещества, необходимые для удовлетворения пищевых и энергетических потребностей. При культивировании ряда микроорганизмов в среды вносят факторы роста  витамины, некоторые аминокислоты, которые клетка не может синтезировать;

• иметь оптимальную концентрацию водородных ионов  pH, так как только при оптимальной реакции среды, влияющей на проницаемость оболочки, микроорганизмы могут усваивать питательные вещества;

• быть изотоничными для микробной клетки; то есть осмотическое давление в среде должно быть таким же, как внутри клетки;

• быть стерильными, так как посторонние микробы препятствуют росту изучаемого микроба, определению его свойств и изменяют свойства среды;

• плотные среды́ должны быть влажными и иметь оптимальную для микроорганизмов консистенцию;

• обладать определённым окислительно-восстановительным потенциалом;

• быть по возможности унифицированным, то есть содержать постоянное количество отдельных ингредиентов.

Желательно, чтобы среды были прозрачными  удобнее следить за ростом культур, легче заметить загрязнение среды посторонними микроорганизмами.

Выполнение работы

Приготовить питательные среды по прописи, предложенные преподавателем, и определить их рН.

ОТЧЕТ

Записать название среды, её состав, классификацию и рН.

Контрольные вопросы

1. Дайте понятие рН-метрии.

2. Методы определения величины pH.

3. Строение измерительного электрода.

4. Строение электрода-сравнения.

5. Дайте понятие питательным средам.

6. Классификация питательных сред.

Требования, предъявляемые к питательным средам.

Лабораторная работа № 4 определение концентрации оснований и кислот титриметрическим методом

Цель работы: ознакомиться с методом титрования, его техническим оснащением и процессом проведения. Изучить методику кислотно-основного титрования для определения содержания гидроксида натрия и серной кислоты в растворах.

Материалы и оборудование: бюретки; стаканы; пипетки; колбы; дистиллированная вода; щавелевая кислота ‒ 0,1 н раствор (первичный стандарт); гидроксид натрия или калия ‒ 0,1 н раствор (вторичный стандарт, титрант); индикатор ‒ фенолфталеин.

Краткая теория

Титриметрический анализ (титрование) – метод количественного/массового анализа, который часто используется в аналитической химии, основанный на измерении объёма раствора реактива точно известной концентрации, расходуемого для реакции с определяемым веществом. Титрование – процесс определения титра исследуемого вещества. Титрование производят с помощью бюретки, заполненной титрантом до нулевой отметки. Титровать, начиная от других отметок, не рекомендуется, так как шкала бюретки может быть неравномерной. Заполнение бюреток рабочим раствором производят через воронку или с помощью специальных приспособлений, если бюретка полуавтоматическая. Конечную точку титрования (точку эквивалентности) определяют индикаторами или физико-химическими методами (по электропроводности, светопропусканию, потенциалу индикаторного электрода). По количеству пошедшего на титрование рабочего раствора рассчитывают результаты анализа.

Виды титриметрического анализа

Титриметрический анализ может быть основан на различных типах химических реакций:

• кислотно-основное титрование – реакции нейтрализации;

• окислительно-восстановительное титрование (перманганатометрия, иодометрия, хроматометрия)  окислительно-восстановительные реакции;

• осадительное титрование (аргентометрия, гексоцианоферратометрия, меркурометрия) – реакции, протекающие с образованием малорастворимого соединения, при этом изменяются концентрации осаждаемых ионов в растворе;

• комплексонометрическое титрование (меркуриметрия) – реакции, основанные на образовании порочных комплексных соединений с комплексоном (обычно ЭДТА), при этом изменяются концентрации ионов металлов в титруемом растворе.

Типы титрования

Различают прямое, обратное титрование и титрование заместителя.

При прямом титровании к раствору определяемого вещества (аликвоте или навеске, титруемому веществу) добавляют небольшими порциями раствор титранта (рабочий раствор).

При обратном титровании к раствору определяемого вещества добавляют сначала заведомый избыток специального реагента и затем титруют его остаток, не вступивший в реакцию.

При заместительном титровании к раствору определяемого вещества добавляют сначала заведомый избыток специального реагента и затем титруют один из продуктов реакции между анализируемым веществом и добавленным реагентом.

Кислотно-основное титрование

Кислотно-основное титрование – титриметрические методы определения концентрации кислот или оснований, основанные на реакции нейтрализации:

Н₃O⁺ + ОН⁻  2Н₂О.

Титрование раствором щелочи называется алкалиметрией, а титрование раствором кислоты – ацидиметрией.

При количественном определении кислот – ацидиметрия – рабочим раствором является раствор щелочи NaOH или КОН. При количественном определении щелочи – алкалиметрия – рабочим раствором является раствор сильной кислоты (обычно НСl или H₂SO₄). Приготовить титрованный раствор кислоты исходя из концентрированной кислоты невозможно.

Если титровать раствор любой кислоты раствором щелочи, происходит связывание ионов Н⁺ кислоты ионами ОН^– и концентрация ионов Н⁺ постепенно уменьшается, а рН раствора возрастает. При определенном значении рН достигается точка эквивалентности и титрование должно быть закончено. При титровании раствора щелочи раствором кислоты связываются ионы ОН^–, концентрация их в растворе уменьшается, а концентрация ионов Н⁺ увеличивается и рН раствора уменьшается. Однако величина рН в точке эквивалентности не во всех случаях имеет одно и то же значение, она зависит от природы реагирующей кислоты и основания.

Выполнение работы

1. Установление концентрации раствора NaOH:

Концентрацию (С, Т) NaOH устанавливают по первичному стандартному раствору исходного вещества, например, по щавелевой кислоте.

Для этого бюретку тщательно промывают водой и ополаскивают приготовленным раствором NaOH, затем, подставив под неё стакан, открывают зажим и заполняют раствором оттянутый кончик бюретки, чтобы в нем не осталось пузырьков воздуха. Устанавливают уровень NaOH в бюретке на нуле.

Мерную пипетку ополаскивают стандартным раствором щавелевой кислоты, после чего отмеряют 10,0 мл его и переносят в коническую колбу; прибавляют 2–3 капли фенолфталеина и титруют при непрерывном помешивании раствором NaOH до появления бледно-розовой окраски, не исчезающей около 30 с.

При этом протекает реакция по уравнению:

H₂C₂O₄ + NaOH → Na₂C₂O₄ + 2H₂O.

Титрование проводят не менее трех раз до получения сходящихся результатов (+/– 0,1 мл).

При этом учитывают следующие показатели:

• объем раствора щавелевой кислоты взятый для титрования;

• объем раствора щелочи, пошедший на первое титрование;

• объем раствора щелочи, пошедший на второе титрование;

• объем раствора щелочи, пошедший на третье титрование;

• средний объем раствора щелочи.

Расчет результатов работы

1. Расчет молярной концентрации эквивалента щелочи:

2. Расчет титра гидроксида натрия:

3. Расчет поправочного коэффициента:

.

2. Определение содержания серной кислоты в растворе:

Полученный объем анализируемого раствора серной кислоты в мерной колбе доводят дистиллированной водой до метки и тщательно перемешивают. Мерную пипетку ополаскивают приготовленным раствором серной кислоты, отбирают 10 мл этого раствора в коническую колбу и добавляют 2–3 капли фенолфталеина.

Титрант – раствор гидроксида натрия NaOH – наливают в бюретку и устанавливают уровень раствора на нуле, заполнив кончик бюретки. Раствор серной кислоты титруют при перемешивании раствором NaOH до появления, неисчезающей в течение 30 сек. бледно-розовой окраски. Титрование повторяют 2–3 раза.

При этом учитывают следующие показатели:

• объем раствора H₂SO₄, взятый для титрования;

• объем раствора NaOH, пошедший на первое титрование;

• объем раствора NaOH, пошедший на второе титрование;

• объем раствора NaOH, пошедший на третье титрование;

• средний раствор объем щелочи.

Расчет результатов работы

Расчет молярной концентрации эквивалента H₂SO₄:

.

Расчет титра гидроксида натрия по серной кислоте:

.

Содержание (масса) H₂SO₄ в объёме мерной колбы:

.

ОТЧЕТ

Установлена точная концентрация NaOH с K = _____ к 0,1 н.

Содержание (масса) H₂SO₄ в объеме мерной колбы

Контрольные вопросы

1. Дайте понятие титриметрическому методу анализа.

2. Виды титриметрического анализа и на чем они основаны.

3. Объясните процесс прямого титрования.

4. Объясните процесс обратного титрования.

5. Объясните процесс заместительного титрования.

6. На чем основано кислотно-основное титрование?

7. Дайте понятие алкалиметрии и ацидиметрии.

Контрольные работы

Контрольная работа выполняется в виде письменного ответа на указанные в индивидуальном задании задачи и вопросы. Вариант определяется по двум последним цифрам зачетной книжки. Объем контрольной работы не должен превышать 16-18 страниц рукописного текста.

Вопросы для выполнения контрольной работы Задание 1.

Рассчитайте массу вещества, необходимого для приготовления водного раствора А вещества и Б концентрации в объеме 330 мл.

Задание 2

Дайте письменные ответы на поставленные вопросы

1. Организация работы в химико-бактериологической лаборатории

2. Классификация методов аналитической химии.

3. Методы разделения веществ. Центрифугирование.

4. Методы разделения веществ. Электрофорез.

5. Спектроскопические методы.

6. Общие аналитические методы биотехнологии: потенциометрические, электрометрические и полярографические.

7. Хроматографические методы. Тонкослойная хроматография.

8. Хроматографические методы. Жидкостная хроматография.

9. Хроматографические методы. Газовая хроматография.

10. Стерилизация. Способы стерилизации.

11. Классификация микроорганизмов.

12. Методы микроскопии.

13. Биофизические факторы роста микроорганизмов.

14. Биохимические факторы роста микроорганизмов.

15. Методы хранения культур микроорганизмов.

16. Электрофорез. Теория. Общие методы применения.

17. Общие принципы хроматографии.

18. Методы физической, химической и биологической стерилизации.

19. Фламбирование, кипячение, стерилизация сухим жаром.

20. Эффективность стерилизации. Параметр D.

21. Составление сред.

22. Методы анализа генома и его экспрессии.

23. Полимеразная цепная реакция.

24. Виды ПЦР.

25. Исследование РНК,

26. Получение генетических конструкций.

27. Пробоподготовка материала для биохимического и молекулярно-генетического анализа.

28. Гомогенизация.

29. Правила работы в микробиологической лаборатории.

30. Методы микроскопии.

31. Препаративное центрифугирование.

32. Методы белковой химии и гистохимии.

33. Классификация методов анализа по аналитическому сигналу.

34. Чувствительность методов анализа.

35. ПДК загрязняющих веществ (в воде, почве).

36. Предел обнаружения различных методов анализа.

37. Градуировочный график.

38. Классификация ошибок.

39. Закон распределения Гаусса.

40. Критерий Стьюдента.

41. Классификация спектральных методов анализа.

42. Электронные спектры.

43. Кривые поглощения.

44. Закон Бугера- Ламберта – Бера.

45. Схема фотоэлектроколориметра.

46. Схема спектрофотометра.

47. Правила Уолша.

48. Схема атомизации пробы.

49. Источники излучения в ААС.

50. Схема ААС – спектрофотометра.

51. Кривая турбидиметрического титрования.

52. Эффект Тиндаля.

53. Схема нефелометра.

54. Схема процессов флуориметрии.

55. Схема флуориметра.

56. Виды эмиссионного спектрального анализа.

57. Схема однолучевого эмиссионного спектра.

58. Цвета видимого излучения.

59. Классификация ЭХМА.

60. Виды электродов.

61. Гальваническая цепь.

62. Кривые потенциометрического титрования.

63. Электроды сравнения.

64. Установка для потенциометрического титрования.

65. Схема иономера.

66. Эквивалентная электропроводимость ионов.

67. Кривые кондуктометрического титрования.

68. Виды электролитических сосудов.

69. Произведение растворимости малорастворимых электролитов.

70. Двух- и трех- электродные системы в полярографии.

71. Полярограммы.

72. Измерение высоты волны.

73. Схема вольтамперометрического анализатора.

74. Виды хроматографических систем.

75. Параметры хроматограммы.

76. Блок –схема газового хроматографа.

77. Типы детекторов в газовой хроматографии.

78. Ионные хроматографы.

79. Хроматограмма ТСХ.

80. Схема ВЭЖХ.